Thursday, December 31, 2020

Darah Ikan; Film Darah, Pengambilan Darah



Menurut Kafilzadeh et al. (2013), sampel darah diambil dari vena caudal dengan jarum suntik heparinized. Selanjutnya darah ditransfer ke tabung mikro 1,5 ml. Sampel darah disentrifugasi (3000 rpm selama 10 menit) dan serum darah dipisahkan.

 

Darah dikumpulkan dari pembuluh vena pada sirip caudal dengan mengukur 23 jarum suntik plastik. Lapisan darah yang tipis dibuat dari darah yang dikumpulkan dengan cara mengoleskan/ menggeser cover glass yang diberi tetesan darah pada obyek glass secara searah . Darah yang telah dioleskan dibiarkan pada suhu ruangan dan kemudian diberi larutan methanol. Darah yang telah kering kemudian diteliti dengan memasangnya dalam mikroskop elektronik dengan perbesaran 10x40(Omeji et al.,2013).

 

Darah (0.1ml) diamati pada sebuah mikroskop kaca bebas lemak langkahnya yaitu dengan menggeser kaca penyebar ke darah yang diteteskan pada obyek glass. Untuk menghasilkan lapisan darah yang tipis, dibuat dengan mendorong kaca penyebar maju dengan cepat dan lancar. Ini dilakukan pada permukaan yang kering dan sejuk, agar mudah untuk mengeringkan darah. Kemudian ditetesi dengan methanol dan kemudian diwarnai dengan zat warna Field A dan B. Penggunaan mikroskop dilakukan pada pembesaran 10x, 40x (Arinze et al., 2014).

 

Film darah bias dilakukan pada semua ikan. Pada perlakuan film darah awalnya ikan disimpan di akuarium sampai benar-benar siap buat pengamatan.Untuk memperoleh ikan terinfeksi atau tidak diperlukan larutan methanol dan giemsa. Sampel darah diambil dari ikan yang terkena infeksi lalu sampel dicairkan pada suhu kamar. Selanjutnya diamati menggunakan mikroskop (Ferreira wt al.,2013).

 

MenurutCampbell (2015), sampel film darah setelah disiapkan harus segera dikeringkan. Tujuannya agar tidak persentuhan langsung dengan udara. Namun kelembapan juga diperlukan agar tidak terjadi pengeringan secara artefak karena akan merusak struktur sel. Sampel darah harus diberi label yaitu identifikasinya dan tanggalnya. Pemeriksaan  sampel darah bisa menggunakan perbesaran lensa 10-20 kali atau dengan 100 kali agar hasilnya terlihat apakah rendah atau tinggi.

 

Menurut Erhunmwunse (2013), setelah sampling, ikan ditempatkan kembali di tempat penampungan air tawaruntuk proses pemulihan. Setelah proses pengambilan sampel darah, sampel darah diproses menggunakan mikroskop.Langkah-langkah sebagai berikut: pada mikroskop cahaya, setelah sampel darah  di smear kemudian sampel darah ditetesi dengan metanol dan tunggu selama 3 menit pada suhu kamar atau dengan uap formalin pada 37 ° C selama 1 jam. Kemudian, diwarnai dengan 10% Giemsadi PBS, hematoxylin-eosin atau PAS. Sampeldarah kemudian diperiksa dandifoto di bawah mikroskop.

 

Proses pembuatan film darah pada ikan membutuhkan ketelitian. Ekstrak daun quince juga dapat membantu untuk mengembalikan struktur darah yang rusak. Pembuatan film darah dilakukan dengan metode smear. Saat darah diproyeksikan terihat permukaan darah tidak beraturan. Dalam hal ini, darah ikan lele (Clariasgariepinus) akan berubah eritrositnya jika terkena paparan sinar UVA(Sayed et al 2013).

 

Darah yang diambil pada saat pembuatan film darah dapat diambil darah dari caudal peduncle. Darah yang telah diteteskan pada object glass kemudian dilakukan metode smear. Setelah itu ditetesi larutan methanol, dan ditunggu kering selama 10 menit. Setelah itu diberi larutan giemsa pada object  yangakan diamati. Setelah diberi larutan giemsa amati pada mikroskop dengan perbesaran 10 kali(Sayed et al.,2015).

 

Antikoagulan darah  untuk  analisis  hematologi  harus diproses  dalam  waktu  yang  disarankan  (4  jam) untuk menghindari hasil yang mungkin tidak valid. Penelitian ini menegaskan bahwa, penyimpanan EDTA  sampel  darah  antikoagulan  pada  4  -  80 C  selama  empat  hari  periode  (72hrs)  menyebabkan  beberapa perubahan yang luar biasa dalam  morfologi eritrosit serta kerapuhan osmotik mereka.  Dari temuan morfologi, film  tipis  yang disiapkanakan   bernoda  dalam  waktu  empat  jam  dari  koleksi  sampel  umumnya karena muncul normochromic normositik. Ini  menegaskan bahwa  analisis langsung sampel mengurangi perubahan dalam sampel yang dapat disalah artikan sebagai patologis temuan(Antwi-Baffour et al., 2014).

 

Menurut Shahi (2013), sample darahikan yang digunakan dapat diambildari caudal peduncle, dorsal aorta,anal, ventral, pectoral danlinealateralis . Kemudian sample darahikanleledumbo (Clariasgariepinus) diratakandenganmetode smear di atasobjek glass. Sebelum dilakukan metode smear, sample darah di homogenkan dengan larutan antikoagulanbuatan ( Na-sitrat, EDTA, Na Fisatau heparin) yang diletakkan di dalam tube dengan konsentrasi 1,5 ml. Metode film darah tipis memerlukan pengeringan dan fiksasi denganlarutan methanol. Objek glass dilumuri dengan larutan giemsa dan diamati di bawah mikroskop binokulerdengan perbesaran 100x di bawah lensa objektif.

 

Sampel darah yang telah disiapkan dengan metode smear untuk setiap perlakuan dibiarkan kering pada suhu ruang. Setelah kering difiksasi dengan metanol selama 5-8 menit. Selanjutnya diwarnai dengan pewarna giemsa. Pemeriksaan sampel darah dilakukan di bawah mikroskop (MagnusMLX-Tr, India) pada pembesaran 1000x. Kemudian didokumentasikan hasil pengamatan menggunakan kamera digital( Maqboo et al., 2014).

 

Menurut Brum et al.(2016), smear pada sampel darah dibuat rangkap dan diwarnai dengan May Grünwald-Giemsa Wright. Untuk koleksi sampel, diambil dari ikan pada masing-masing akuarium. Darah yang terkumpul disimpan semalam di 4 ° C selama koagulasi. Setelah darah menggumpal disentrifugasi pada 1400g selama 10 menit. serum aliquoted dan disimpan pada-20 ° C untuk analisis lebih lanjut. Sampel darah yang diperoleh dengan antikoagulan (untuk hemogram dan fagositosis) disimpan terpisah sedangkan sampel yang dikumpulkan tanpa antikoagulan, untuk koleksi serum.

 

Menurut Preston et al.(2013), Sampel darah disiapkan dengan mengambil darah pada pangkalekor. Kemudian darah yang telah diambil diteteskan pada slide kaca dengan metode smear. Sehingga memungkinkan terjadi pengeringan selama 10 menit sebelum difiksasi dengan 100% metanol. Kemudian sample darah ditetesi dengan  6% Giemsa. Kemudian diamati dibawah mikroskop dengan graticule 1 mm dan pada interval 1μm.

 

Hasil untuk analisis hematologi, hewan-hewan itu dibius dengan benzocaine (3%).Darah diambil padabagian ekor, dengan bantuan jarum suntik yang sebelumnya sudah sisterilisasi. Darah spesimen diuji untuk jumlah eritrosit (RBC), hematokrit (Ht) dan hemoglobin tingkat (Hb). Smear pada sampel darah  dibuat dengan menggunakan aliquots darah yang sama kemudian diwarnai dengan Giemsa. Pewarna Giemsa digunakan untuk menghitung jumlah total leukosit (WBC) dan untuk setiap jenis leukosit (Limfosit, neutrofil, basofil, eosinofil dan monosit) danjumlahtrombosit( Franca et al.,2013).

 

Menurut Prasad et al.(2013), Metode smear pada pewarnaan giemsa dibagi menjadi dua yaitu smear tebal dan tipis. Smear tipis digunakan untuk menilai tingkat infeksi. Spesimen diwarnai dengan Giemsa, yang menyatakan parasit dengan cara yang berbeda. Giemsa stain digunakan untuk membedakan morfologi sitoplasma, trombosit, sel darah merah, sel-sel darah putih dan parasit. Giemsa merupakan pewarnaan asam nukleat dan karena itu komponen-komponen yang mengandung asam nukleat, yaitu parasit, sel darah putih dan trombosit, yang disorot dalam warna ungu kebiruan. Sel darah merah biasanya berwarna sedikit merah muda. Cincin dari trofozoit memilikil warna biru pucat.

 

Publisher

Gery Purnomo Aji Sutrisno

FPIK Universitas Brawijaya Angkatan 2015

 

Daftar Pustaka

Antwi-Baffour,S., E. Quao, R. Kyeremeh, S.A. Mahmood.2014. Prolong storage of blood in EDTA has an effect on the morphology and osmotic fragility of erythrocytes. International Journal of Biomedical Science and Engineering. 1(2): 20-23.

Arinze,U., F. Sikokiand S.Nzeako. 2014. Endoparasitaemia of ChrysichthysNigrodigitatus in a Tidal Freshwater Body in the Niger Delta, Nigeria. International Journal of Scientific Research in Environmental Sciences. 2(7) : 250-260.

Brum, A., S.A. Pereira, M.S.Owatari, E.C.Chagas, F. C.M.Chaves, J.L. P.Mouriño and M. L. Martins. 2016. Effect of dietary essential oils of clove basil and ginger on Nile tilapia (Oreochromisniloticus) following challenge withStreptococcusagalactiae. Aquaculture 468 :235–243.

Campbell, T.W. 2015.Evaluation of the BloodFilm.Veterinary Clinics of North America: Exotic Animal Practice.18 (1) : 703 : 721.

Erhunmwunse, N.O and M.O. Ainerua. 2013. Characterization of some blood parameters of african catfish (Clariasgariepinus). American-Eurasian Journal of Toxicological Sciences. 5 (3): 72-76.

Ferreira, M.L. and A. Avenan_tOldewage 2013.Selected haematological changes in Clariasgariepinus(Burchell, 1822) infected with a Trypansosoma sp. from the Vaal Dam, South Africa.Onderstepoort Journal of Veterinary Research. 80(1) :572, 3 pages.

França,J. G., M. J. T. Ranzani-Paiva, J.V. Lombardi, S.D.Carvalho, F.Filipak-Neto and C.A. Oliveira-Ribeiro.2013.Toxic effect of potassium permanganate on Oreochromisniloticus based on hematologicalparameters and biomarkers of oxidative stress. International Journal of Fisheries and Aquaculture. 5( 1) : 1-6.

Kafilzadeh, R., S. Y. Mousavi and M. J. Baboli. 2013. Effects of Saccharomyces cerevisiae (Saccharomycetes: Saccharomycetaceae) on Astronotus ocellatus as growth promoter and immuno stimulant. International Journal of Bioflux Society.  6(6) : 587-598

Omeji, S., S.G. Solomon AndUloko, C. 2013. Comparative Study On The Endo-Parasitic Infestation In ClariasGariepinus Collected From Earthen And Concrete Ponds In Makurdi, Benue State, Nigeria.IOSR Journal of Agriculture and Veterinary Science (IOSR-JAVS). 2(1) : 45-49.

Prasad,K.,J.Winter, U.M.Bhat, R. V.Acharya and G.K.Prabhu. 2013. Image Analysis Approach for Development of a Decision Support System for Detection of Malaria Parasites in Thin Blood Smear Images. J Digit Imaging.25:542–549.

Preston, A. C., J. F. Taylor, B. Craig, P.Bozzolla, D. J. Penman and H.Migaud. 2013. Optimisation of triploidy induction in brown trout (SalmotruttaL.). Aquaculture.160–166.

Sayed, A. El-Din H., R.M.Zakib, A.M.K. El-Deanb,A.Y. Abdulrazzaq. 2015. The  biological  activity  of  new  thieno [2,3-c] pyrazole  compounds  as anti-oxidants  against  toxicity  of  4-nonylphenol  in  Clariasgariepinus.Toxicology  Reports. 2:1445–1453.

Sayed, A.H., H.S. Abdel-Tawab , S.S.A. Hakeem, I.A. Mekkawy. 2013. The protective role of quince leaf extract against the adverse impacts of ultraviolet-A radiation on some tissues ofClariasgariepinus(Burchell, 1822). Journal of Photochemistry and Photobiology B: Biology. 119:9–14.

Shahi, N.,  A.R. Yousuf, M.I. Rather, F. Ahmadand T. YaseeN. 2013. First report of blood parasites in fishes from Kashmir and their effect on the haematological profile.Open Veterinary Journal. 3(2): 89-95.

Wednesday, December 30, 2020

Eritrosit Ikan



Menurut ciftci et al. (2013), Parameter hematologi seperti tingkat angka hemoglobin dan hematokrit dan eritrosit pada ikan mencerminkan kapasitas yang membawa oksigen dari darah. Parameter ini dapat berubah dengan cepat apabila ikan di bawah stres, polusi dan kondisi menular seperti pada hewan berdarah panas. Parameter ini dapat digunakan sebagai salah satu indikator untutk menentukan status fisiologi hewan. Tingkat hemakorit dalam darah dapat diukur dengan menggunakan metode mikrohematokrit. Sedangkan, perhitungan eritrosit dapat dihitung dibawah mikroskop cahaya.

 

Menurut Atli et al. (2016), Eritrosit pada ikan dapat digunakan untuk melihat keadaan ikan dari beberapa aspek. Khusus untuk stress oksidatif yang terjadi pada ikan dipengaruhi oleh struktur membran yang kaya akan asam tak jenuh ganda yang dapat menjadi sasaran oksidasi. Berdasarkan transportasi oksigen, eritrosit adalah salah satu hal penting untuk produksi ROS (reactive oxygen species). Peran eritrosit juga sebagai penganggkut bahan kimia yang ada pada tubuh ikan ke jaringan-jaringan. Jumlah eritrosit pada ikan juga dapat menentukan apakah ikan tersebut dalam keadaan sehat ataupun sakit.

 

Pada ikan eritrosit adalah tempat utama untuk produksi oksigen. Peran transportasi oksigen dan eritrosit ikan yang sensitif terhadap kerusakan DNA yang diinduksi oleh gamma-radiasi. Deformasi eritrosit mengurangi kadar oksigen pada tubuh mereka. Hal tersebut dapat mengurangi pengiriman oksigen, yang mempengaruhi sistem peredaran darah dan menyebabkan disfungsi respirasi. Erythro-monosit pecah disebabkan oleh tingginya kandungan fosfolipid di eritrosit ikan itu sendiri (Sayed,2014)

 

Menurut Cimen (2008) dalam Hua-Tao Li (2013), Eritrosit memainkan peran penting dalam mengangkut O2 dan CO2 untuk respirasi dan dalam menjaga metabolisme nutrisi dalam hasil poluta ikan. Logam metal dapat menimbulkan dampak  kerusakan oksidatif pada organisme air. Ketika terjadi kerusakan oksidatif, akan mempengaruhi jumlah sel eritrosit yang ada. Eritrosit pada ikan salah satu faktor utama yang menyebabkan terjadina stres oksidatif yang dapat menimbulkan kerusakan dan apoptosis pada ikan itu sendiri. Stres oksidatif dapat di cegah dengan pemberian nutrisi  dan dengan ROS bisa menghambat kerusakan oksidatif dan apoptosil eritrosit.

 

Menurut  Thangam et al. (2013 , kekurang atau kelebihan Sel darah merah atau eritrosit dapat menyebabkan suatu penyakit. Penyakit anemia disebabkan oleh berbagai hal. Anemia meyebabkan penurunan sel darah merah, kadar hemoglobin dan sel darah putih. Anemia juga dapat mengakibatkan sangat rendahnya sel darah merah atau terlalu sedikit hemoglobin dalam sel darah merah. Eritrropoiesis digunakan untuk mengkompensasi kekurangan oksigen dalam tubuh yang mengakibatkan penurunan jumlah eritrosit.

 

Menurut Isaac et al . (2013) dalam Etim (2014),  Sel darah merah adalah salah satu komponen darah yang sangat penting. Sel darah merah memiliki tugas yang penting dalam tubuh mahluk hidup. Tugas yang dimaksud adalah darah merah (eritrosit) berfungsi sebagai pembaha hemoglobin. Hemoglobin ini yang bereaksi dengan oksigen dalam darah membentuk oksihemoglobin selama respirasi. Sel darah merah terlibat dalam transportasi oksigen dan karbondioksida dalam tubuh. Jumlahh sel darah merah berkurang akan mengakibatkan pengurangan tingkat oksigen yang akan dibawah ke paru-paru. Jumlah sel darah merah berkurang juga akan mengakibatkan pada pengedaran karbondioksida.

 

Menurut  Gaafar et al. (2010) dalam Ambo et al. (2015), Eritosit atau disebut juga sel darah merah dapat berhubungan dengan adanya salah satu komponen darah yaitu hemoglobin. Berkurangnya atau bertambahnya sel darah merah dapat berakibat pada hemoglobin. Penghambatan sintesis eritrosit dapat menyebabkan pengurangan hemoglobin yang berkepanjangan. Peningkatan laju kerusakan eritrosit juga menyebabkan berkurangnya hemoglobin yang berakibat merusak transportasi oksigen. Kerusakan ini biasanya di akibatkan oleh efek dari racun pada insang.

 

Menurut Huatao Li et al. (2016), Eritrosit memiliki fungsi yang penting dalam darah  yang ada pada mahluk hidup. Keadaan eritosit dapat mempengaruhi tingkat stress pada ikan dan akan menyebabkan penyakit. Eritosit berperan penting dalam mengangkut oksigen dan karbondioksida. Eritrosit dapat terkena kedua sumber endogen dan eksogen spesies oksigen relatif (ROS) termasuk anion super oksida, hidrogen perioksida, radikal hidroksil. ROS dapat mengaktifkan eritosit oksidatif dan apoptosis. Keadaan seperti itu dapat menyebabkan berbagai macam penyakit atau kondisi klinis.

 

Menurut Kulkeaw dan Sugiyama (2012), Darah adalah suatu cairan yang penting dalam tubuh mahluk hidup. Darah di dalamnya terdapat berbagai komponen salah satunya adalah eritrosit yang berperan dalam pengedaran oksigen. Sel darah merah atau eritrosit membawa hemoglobin untuk memasok oksigen ke seluruh jaringan dan organ. Sekitar 2 x 1013 eritrosit beredar di seluruh tubuh. Gangguan yang diakibatkan eritrosit adalah pada anemia dan berkurangnya suplai oksigen ke seluruh tubuh.

 

Menurut Olusegun dan Oguntuga (2014),  Peningkatan eritrosit yang sangat tinggi akan menyebabkan poilitemia. Poilitemia dapat dikaitkan dengan kontraksi pada hewan yang telah di eksekusi. Peningkatan eritosit yang sangat tinggi diakibatkan oleh keseimbangan cairan jaringan yang terganggu seperti terjadinya dehidrasi. Peningkatan sel darah merah dapat di antisipasi dengan macrositosis. Macrositosis adalah respon adaptasi melalui masuknya eritosit dari jaringan ke haematopoietic ke darah perifer untuk mengurangin sel darah merah.

 

Menurut Archana dan Arun (2015), Pencemaran lingkungan perairan dapat menyebakan stress pada ikan. Hal ini menyebabkan turunnya jumlah sel darah merah pada darah. Gangguang pada erythropoisis menghasilkan anemia makrositik dengan penurunan RBC. Polutan yang masuk dalam aliran darah ikan menambah efek buruk pada berbagai parameter darah, serta menyebabkan penurunan sel darah merah. Perairan yang tercemar menghancurkan RBC yang berakibat mengurangi kapasitas oksigen pada ikan dan akhirnya ikan mati.

 

Perubahan tingkat parameter darah ikan seperti darah merah sel, sel darah putih, hemoglobin dan hematokrit akan memberikan wawasan status kesehatan ikan. Transportasi O2 dan CO2 pada ikan darah terkait erat dengan elektrolit dan asam-basa menyeimbangkan dalam sel darah merah. Hemoglobin adalah protein yang bertanggung jawab untuk membawa oksigen dalam tubuh ikan, dan konsentrasi adalah erat terkait untuk jumlah sel darah merah. Selain itu, fisiologi ikan dan metabolisme memiliki efek yang jelas pada konsentrasi hemoglobin dan jumlah sel darah merah ( Jun Qiang, 2013).

 

Menurut Wani dan Sikdak-Bar(2013), Sel darah dapat dibagi  menjadi 3 yaitu, eritrosit,leukosit dan trombosit. Eritrosit merupakan salah satu komponen penting yang ada pada darah. Penurunan eritrosit dapat disebabkan oleh beberapa hal. Salah satu penyebab penurunan eritrosit karena ikan stres dan menyebabkan sel darah merah dalam insang rusak. Sel darah merah yang rusak akan mengakibatkan penuruan jumlah eritrosit.

 

Publisher

Gery Purnomo Aji Sutrisno

Fpik Universitas Brawijaya Angkatan 2015

 

Daftar Pustaka

Ambo,E.E., Bassey.S.O, Iyam.M.A,Inah.G.M and Uwalaka.S.U.2015. Effect of Cypermetrin on the haematological indices of african cat fish (Clarias gariepinus). Journal of Biopestcides and environtment. 2(1-2):29-35.

Archana,G. and K. Arun. 2015. Haematological studies of some edible fresh water fishes of ncr region. World Journal of Pharmacy and Pharmaceutical Sciences. 4 (6): 1467-1479.

Atli, G. , E. G. Canli, A. Eroglu , Z. Dogan, M. Canli.2016. Cadmium and lead alter the antioxidant and osmoregulation systems inthe erythrocyte of fish (Oreochromis niloticus). Turkish journal of fisheries and aquatic sciences. 16: 361-369.

Ciftci, N. , T. Ozbay, F. Karayakar, O. Ay, S. Karaytug and B. Cicik2. 2013. Effects of cadmium and cadmium-chitosan mixture on some blood parameters of Oreochromis niloticus. J. BIOL. ENVIRON. SCI. 7 (21) : 169-175.

Etim, N.N., M.E.Williams, U.Akpabio and E.E.A.Offiong.2014.Haematological Parameters and factors Affecting Their Values.Agriculture Science. 2(1):37-47.

Hua-Tao Li, L. ,Feng, Wei-Dan Jiang,Y. Liu,J.Jiang, Shu-Hong Li, Xiao-Qiu Zhou.2013. Oxidative stress parameters and anti-apoptotic response to hydroxyl radicals in fish erythrocytes: Protective effects of glutamine, alanine, citrulline and proline. Aquatic Toxicology. 126 :169– 179

Huatao li., Xiaoqiu Zhou, Min Wu, Mengling Deng, Chao Wang, Jingjing Hou and Pengju Mou.(2016). The Cytotoxicity and protective effects of Astragalus membranaceus extracts and butylated hydroxynasole on hydroxyl radical- induced apoptosis in fish erytrocytes.Animal Nutrition.1-7

Jun Qiang, Hong Yang, Hui Wang, M. D. Kpundeh, Pao Xu. 2013. Interacting effects of water temperature and dietary protein level on hematological parameters in Nile tilapia juveniles, Oreochromis niloticus (L.) and mortality under Streptococcus iniae infection. Fish & Shellfish Immunology. 34: 8-16.

Kulkeaw.K and D.Sugiyama.2012. Zebrafish erythropoiesis and the utility of fish as models of anemia.Stem Cell research & Therapy.3(55):1-11.

Olusegun, A .A and O.O.Adedayo.2014. Haemalogical responses serum biochemistry and histologi of Clarias gariepinus (Burchell,1822) exposed to sublethal concentrations of cold water fres root bark extracts of Plumbago zeylanica (Leadwort).J Aquac res Development.5(7):1-6.

Sayed, A. E. H. , S. Odab, H. Mitaniba.2014.Nuclear and cytoplasmic changes in erythrocytes of p53-deficientmedaka fish (Oryzias latipes) after exposure to gamma-radiation.Mutation Research/Genetic Toxicology and Environmental Mutagenesis.1-7

Thangam,Dr.Y., Dr.S.Umavathi and V.B.Vysakh.2013.Investigation of mercury toxicity in haematological parameters to fresh water fish “Cyprinus carpio”. International Journal of Science and research (IJSR). 5(2):1039-1043.

Wani, A.A and M. Sikdak-Bar.2013. Efficacy of taurine and garlic extract in modulating the alterations

Tuesday, December 29, 2020

Leukosit Ikan; Granulosit, Agranulosit, Limfosit, Monosit/Makrofag



Dikic et al. (2013), leukosit pada ikan lele (Clarias gariepinus) dibagi menjadi granulosit (neutrofil, eosinofil dan basophils) dan agranulosit (limfosit dan monosit) dan proporsi jumlah mereka bervariasi pada setiap spesies. Leukosit adalah sistemimun bawaan dan sebagai pertahanan pertama. Meskipun neutrofil dan heterophil ditemukan pada spesies elasmobranch atau teleosts seperti ikan lele (Clarias gariepinus), hanya satu jenis sel biasanya ada pada sebagian besarikan teleosts ikan lele (Clarias gariepinus).

 

Leukosit terbagi menjadi 2, yaitu granulosit dan agranulosit. Menurut El-Naggar et al. (2016), granulosit berukuran kecil (5-8 μm), berbentuk oval dengan garis tidak teratur dan inti yang memiliki banyak sitoplasma. Agranulosit terdiri dari limfosit dan monosit, dimana limfosit berukuran sedikit lebih kecil dibandingkan monosit. Membran plasma dari kedua leukosit ini memiliki ekstensi sitoplasma.

 

Menurut Ali et al. (2014), pada ikan yang sehat, leukosit terdapat dalam proporsi tertentu dalam jaringan tubuh. Sel-sel ini mengatur pertahanan pertama terhadap patogen. Leukosit pada ikan membantu melawan polutan yang masuk dan bersifat pathogen pada ginjal dan hati. Jumlah leukosit yang berbeda ditentukan berdasarkan morfologi dan sel-sel yang ada pada masing-masing ikan.

 

Menurut Sado et al.(2014), penurunan atau sedikitnya jumlah leukosit dapat berbahaya bagi ikan, karena granulosit dan fagosit mononuclear memiliki peran penting dalam system imun bawaan yang melindungi dari patogen. Penanganan yang buruk dan stress pada ikan menyebabkan adanya variasi dalam jumlah leukosit. Hasil yang berbededa pada jumlah neutrofil dan leukosit terjadi karena spesiesikan, intensitas stress, gizi dan penyebab stress.

 

Menurut  Wani dan Sikdar-Bar (2014), leukosit adalah parameter penting untuk mengevaluasi kesehatan dan sistem kekebalan tubuh pada ikan. Perhitungan Leukosit dilakukan dengan menggunakan haemochytometer. Perhitungan leukosit ini menggunakan satuan hasil yaitu sel/mm3. Limfosit pada umumnya merupakan jenis leukosit yang paling familiar dalam darah beberapa ikan, terhitung sebanyak 85% dari total populasi leukosit, tidak termasuk trombosit.


Menurut Rusia dan Sood (1992) dalam Nwani et al. (2016), perhitungan jumlah  darah merah (RBC) dan jumlah jumlah leukosit (WBC) dihitung dengan menggunakan hemocytometer. Haemocytometer adalat alat yang digunakan untuk pengamatan eritrosit dan leukosit. Larutan yang digunakan untuk membantu memperjelas objek pengamatan saat perhitungan berbeda-beda. Pada leukosit (WBC) menggunakan larutan truk, hal ini bertujuan untuk memperjelas pengamatan.

 

Menurut Murad dan Houston (1998) dalam Tulgar (2015), darah putih (leukosit) berperan penting dalam sistem kekebalan tubuh. Karena darah putih merupakan salah satu dari sel darah yang digunakan sebagai komposisi penyusun darah. Sehingga peningkatan jumlah sel darah putih yang tidak terkendali dapat mengakibatkan sel-sel darah putih memakan sel darah merah. Sel darah putih dapat dibedakan menjadi beberapa macam, yaitu limfosit, monosit, neutrofil, eosinofil dan basofil. Umunya, berukuran lebih besar daripada sel darah merah, bentuk anmeboid (tidak beraturan), dan berinti sel bulat atau cekung.

 

Menurut Talpur et al. (2014), penurunan jumlah hematokrit mungkin terjadi akibat aktivitas leukositolisis atau eritoblastolisis sebagai akibat dari infeksi yang disebabkan bateri patogen. Kondisi ini menyebabkan anemia ringan pada ikan. Kadar leukosit yang lebih tinggi dibandingkan eritrosit bisa menandakan bahwa ikan sedang dalam kondisi yang tidak baik.

 

Menurut metode Rusia dan sood (1992) dalam Thangam (2014), perhitungan leukosit darah ikan dengan menggunakan haemositometer yang terkena sublethal atau paparan polusi. Paparan tersebut sangat mempengaruhi sistem kekebalan tubuh, dimana terjadi penurunan konsentrasi leukosit. Sehingga konsentrasi leukosit di dalam tubuh sedikit.

 

Menurut Solleh (2015), untuk mengetahui jumlah darah leukosit dilakukan dengan cara pengenceran darah dengan menggunakan larutan turk yang bertujuan untuk membantu memperjelas objek pengmatan saat perhitungan. pengenceran dan sel dihitung menggunakan Hemasitometer di bawah mikroskop cahaya. Pada sel darah putih Perhitungan dilakukan di tempat darah perifer yang terlihat oleh larutan turk , memberikan Neutrofil kuantitas, neutrofil diferensial dan mononuklear yang kuantitas diferensial limfosit, eosinofil dan monosit.

 

Publisher

Gery Purnomo Aji Sutrisno

Fpik Universitas Brawijaya Angkatan 2015

 

Daftar Pustaka

Ali, A. O., C. Hohn, P. J. Allen, L. Ford, M. B. Dail, S. Pruett and L. Petrie-Hanson. (2014). The effects of oil exposure on peripheral blood leukocytes and splenic melano-macrophage centers of Gulf of Mexico fishes. Marine pollution bulletin. 79 (1) : 87-93.

Ðikić, D., D. Lisičić, S. Matić-Skoko,  P. Tutman, D. Skaramuca,  Z. Franić and B. Skaramuca.  (2013). Comparative hematology of wild Anguilliformes (Muraenahelena, L. 1758, Conger conger, L. 1758 and Anguilla anguilla L. 1758). Animal Biology. 63 (1) :77-92.

El-Naggar M. M., J. Cable, S.Z. Arafa, S.A. El-Abbassy  and G. C. Kearn. 2016. Scanning and transmission electron microscopy of thehistopathological impact of Macrogyrodactylus clariia(Monogenea: Gyrodactylidae) on the gills of catfish, Clarias gariepinus. Folia Parasitologica. 63:017.

I. S. Barbar, T. Zafarand Q. J. Shammi. 2015. Impact of sub-lethal concentration of diazinon on haematological profile ofChanna striatus (Bloch). Jornal On-line Brasileiro. 5 :125-128.

Nwani, C.D., A. O. Nwadinigwe, P. E. Joshua, C. C. Onyeke, S. U. Ogbonna, J. A. Ukonzeand S. O. O. Eze.2016. Hepatic antioxidant status and hematological parameters in african catfish, Clarias gariepinus juvenile exposed to sublethal concentration of psychotria microphylla. The Journal of Animal & Plant Sciences, 26(1):275-281.

Sado, R. Y., A.J.  de Almeida Bicudo and J.E.P. Cyrino. (2014). Hematology of juvenile pacu, Piaractusmesopotamicus (Holmberg, 1887) fed graded levels of mannan oligosaccharides (MOS)/Hematología de juveniles de pacu, Piaractusmesopotamicus (Holmberg, 1887) alimentado con racionessuplidas con mananoligosacáridos (MOS). Latin American Journal of Aquatic Research. 42 (1) : 30.

Talpur A.D., M.B. Munir, A. Mary, R. Hashim. 2014. Dietary probiotics and prebiotics improved food acceptability, growth performance, haematology and immunological parameters and disease resistance against Aeromonas hydrophila in snakehead (Channa striata) fingerlings. Aquaculture.  14–20.

Thangam Y., M. Perumayee, S. Jayaprakash, S. Umavathi and S.K. Basheer. 2014. Studies of Ammonia Toxicity on Haematological parameters to Freshwater Fish Cyprinus carpio (Common carp). International Journal of Current Microbiology and Applied Science. 3(12): 535-542.

Tulgar A. and E. S. Celik. 2015. Effects of sublethal concentrations of propargite to white blood cells of common carp (Cyprinus carpio, Linnaeus, 1758). Marine Science and Technology Bulletin. 4(1):13-17.

Wani A.A., and M. Sikdar-Bar. 2014. Ameliorative Efficacy of Taurine and Garlic Extract on Copper Induced Immunotoxic Effect on Total and Differential Leucocyte Counts in African Catfish, Clarias gariepinus. Asian Journal of Medical and Pharmaceutical Researches.4(2) : 122 – 129.